Live-Beobachtung lebender Zellen löst Rätsel der bakteriellen Zellteilung

Bakterien sind in den Lebenswissenschaften weit mehr als Krankheitserreger oder wertvolle Symbionten. Sie dienen zusätzlich als einfache Modellorganismen zur Erforschung biologischer Grundprinzipien. An der Christian-Albrechts-Universität zu Kiel (CAU) erforscht die Arbeitsgruppe um Professor Marc Bramkamp bakterielle Organisationsmechanismen. Als Untersuchungsobjekt dient das stäbchenförmige Bakterium Bacillus subtilis. Die Forschenden suchen nach allgemeingültigen Mustern, die für die molekulare Organisation des Lebens fundamental sind.

Die Regulation der bakteriellen Zellteilung

Ein solcher fundamentaler Prozess ist die bakterielle Zellteilung. Durch das Kopieren ihres Zellinhalts können sich die einzelligen Lebewesen rasant vermehren. Diese Eigenschaft sichert ihren Erfolg in fast allen Lebensräumen. Das Duplizieren des Organismus erfordert eine präzise Trennung des Erbguts. Zudem muss die Zellteilung korrekt lokalisiert sein und nur einmal pro Zyklus erfolgen. Zentral beteiligt ist das sogenannte Min-System, dessen Proteine die Teilung räumlich regulieren.

Neue Dynamiken im Min-System entdeckt

Beim Stäbchenbakterium Escherichia coli ist dieser Prozess seit Jahren im Detail erforscht. Dort sorgt das Min-System für eine exakte Teilung in der Zellmitte. Von B. subtilis war hingegen bekannt, dass ihm das aktivierende MinE-Protein fehlt. Bramkamp und sein Team zeigten nun, dass diese Art kein spezifisches Aktivierungs-Protein benötigt. Das MinD-Protein wechselt vielmehr durch einen ATP-abhängigen Zyklus zwischen cytosolischem und membrangebundenem Zustand. Die reine Membranbindung reicht bereits aus, um die Proteinfunktion zu aktivieren. Dies ermöglicht eine selbstorganisierte räumliche Musterbildung des Min-Systems. Die Wissenschaftler veröffentlichten ihre auf Biochemie und Einzelmolekül-Bildgebung basierenden Daten in der Fachzeitschrift eLife.

Bislang unbekannte Mechanismen bei B. subtilis

In der Zellbiologie galt das System von E. coli jahrzehntelang als feste Blaupause für stäbchenförmige Bakterien. Eine oszillierende Proteinbewegung zwischen den Zellpolen sorgt dort für die mittige Teilung.

„Aus diesem Grund war man bisher davon ausgegangen, dass die Zellteilung bei B. subtilis ähnlich organisiert ist und wegen des fehlenden MinE-Proteins ein anderer Aktivator des Min-Systems vorhanden sein muss“, sagt Dr. Helge Feddersen.

Das Team bewies jedoch bereits zuvor die hohe Dynamik des Min-Systems von B. subtilis. Es verlagert sich schnell an aktive Teilungsstellen und ist nicht statisch an den Polen lokalisiert. „Wie die Min-Proteindynamik auf molekularer Ebene in B. subtilis reguliert wird und wie die Aktivierung der Zellteilung hier abläuft, wollten wir nun im Detail untersuchen“, so Dr. Feddersen.

Aktivierung allein durch Membranbindung

Das Kieler Forschungsteam untersuchte das Verhalten des Min-Systems zunächst ohne das MinE-Protein. „Anders als bei E. coli gibt es hier keine Oszillation, sondern eine Bewegung des MinD-Proteins vom Zellpol zur Zellmitte hin, wo es an die Zellmembran bindet“, betont Dr. Feddersen. „Die Frage war nun, was genau an der Zellmembran abläuft, wodurch die Zellteilung räumlich und zeitlich reguliert wird“, so Feddersen weiter.

Experimente zeigten, dass das Protein MinD allein durch die Membranbindung aktiviert wird. Die dabei ausgelöste ATP-Hydrolyse liefert die nötige chemische Energie für den kontinuierlichen Reaktionszyklus. Dieser Zyklus bildet das Fundament für die räumliche Musterbildung in der Zelle.

„Dieser Eigenzyklus reicht aus, um das Protein von überall in der Zelle an die Membran heranzubringen und die Musterbildung zu starten, ein anderer Aktivator wird also bei B. subtilis offenbar nicht gebraucht“, fasst Dr. Feddersen die neuen Forschungsergebnisse zusammen.

Die Daten sprechen für ein evolutionär konserviertes Reaktions-Diffusions-Prinzip als physikalische Grundlage biologischer Systeme. Das Protein MinE in E. coli stellt vermutlich eine spätere evolutionäre Anpassung für spezifische Oszillationsdynamiken dar.

Validierung mittels Einzelmolekül-Mikroskopie

Dem Team gelang anschließend die direkte Bestätigung der Erkenntnisse im lebenden Organismus. Bramkamps Arbeitsgruppe kombiniert dafür biochemische Expertise mit hochauflösender Mikroskopie. „Mithilfe der Einzelmolekül-Mikroskopie konnten wir so durch den Blick in die Zelle visuell nachvollziehen, wie sich das MinD-Protein dort bewegt und an der Zellmembran verhält“, erklärt Prof. Bramkamp. „Eine solche Beobachtung der Proteindynamik auf der Ebene einzelner Moleküle ist erst seit einigen Jahren mittels höchstauflösender Mikroskopie möglich und erlaubte uns hier, das Binden an die Membran und darauffolgende Loslösen quasi live nachzuvollziehen“, so Bramkamp weiter. „Nur gemeinsam ergeben Experiment und Beobachtung so den Beleg, dass diese molekulare Maschinerie in der Bakterienzelle tatsächlich so funktioniert wie ursprünglich vermutet“.

Die Einzelmolekül-Bildgebung bietet somit den Schlüssel zur Klärung komplexer zellbiologischer Fragen. Reine biochemische Methoden reichen dafür oft nicht aus. Mit der Serviceeinrichtung KLEM leitet Bramkamp an der CAU eine hochspezialisierte Plattform für modernste Bildgebungsverfahren. Diese Mikroskopie-Technologien unterstützen Forschende verschiedener lebenswissenschaftlicher Teilgebiete im Rahmen des Schwerpunkts Kiel Life Science (KLS).

Quelle

Christian-Albrechts-Universität zu Kiel (06/2026)